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Lithium-Sauerstoff-Batterien | Überspannung und ihre Ursachen bei Lithium-Sauerstoff-Batterien haben ein Team der Universität Bayreuth und chinesische Partner mit elektrochemischer Impedanzspektroskopie untersucht. Zu den Faktoren, die Überspannungen hervorrufen, gehören die Langzeitkinetik der Oxidation von Lithiumperoxid und die Oberflächenpassivierung durch Lithiumcarbonat.doi: <accessionid ref="info:doi/10.1016/j.chempr.2023.04.022">10.1016/j.chempr.2023.04.022</accessionid>CO2-Elektrolyse untersucht | Kohlenstoffdioxid lässt sich zu Kohlenwasserstoffen elektrolysieren. Für industrielle Prozesse eignet sich vor allem ein Zero-Gap-Elektrolyseur, der mit Gas und einer Ionentauschermembran arbeitet. Der Elektrolyt enthält Kaliumverbindungen, die die Membran verstopfen. Ein Team am Helmholtz-Zentrum Berlin für Materialien und Energie hat die Kristallbildung an der Kathode untersucht: Kationen durchdringen die Membran je nach Elektrolytkonzentration. Zudem bestimmt diese, ob CO oder C2H4 entsteht. Nun will das Team mit Messungen an Röntgenquellen die Ionenwanderung in der Zelle untersuchen.doi: <accessionid ref="info:doi/10.1038/s41467–023–37520-x">10.1038/s41467–023–37520-x</accessionid>CO2-Elektrolyse katalysiert | Forschende der Technischen Universität Wien elektrolysieren bei Raumtemperatur und Umgebungsdruck CO2 zu Synthesegas. Als Katalysator dienen metallorganische Chalkogenolat-Verbindungen (Mochas). Eine neue Synthesemethode für die Hybridmaterialien erhöht die Ausbeute und verkürzt die Produktionszeit.doi: <accessionid ref="info:doi/10.1038/s42004–023–00843–3">10.1038/s42004–023–00843–3</accessionid>Von Kohlendioxid zu Insulin | Ein künstlicher Stoffwechselweg führt von CO2 über Ameisensäure zu Formaldehyd. Maren Nattermann, Max-Planck-Institut (MPI) für terrestrische Mikrobiologie, hat Enzyme so optimiert, dass sie Formiat in Formaldehyd umsetzen. Bei den Hochdurchsatzverfahren kooperierten die Forschenden mit dem Automatisierungsunternehmen Festo, Esslingen. Nun wächst der Modellorganismus E. coli in CH2O2 und produziert CH2O. Ein neuer Stamm soll die Zwischenprodukte in den zentralen Metabolismus einschleusen. Geplant ist ein elektrobiochemisches Verfahren, das CO2 zu Produkten wie Insulin oder Biodiesel wandelt. MBdoi: <accessionid ref="info:doi/10.1038/s41467–023–38072-w">10.1038/s41467–023–38072-w</accessionid>

Kurz notiert

Kohlendioxid und mehr

Lithium-Sauerstoff-Batterien | Überspannung und ihre Ursachen bei Lithium-Sauerstoff-Batterien haben ein Team der Universität Bayreuth und chinesische Partner mit elektrochemischer Impedanzspektroskopie untersucht. Zu den Faktoren, die Überspannungen hervorrufen, gehören die Langzeitkinetik der O...

&Uuml;ber das gesamte Jahr verteilt publiziert die Redaktion der Nachrichten aus der Chemie Trendberichte &uuml;ber alle chemischen Disziplinen hinweg.

Trendberichte

Fortschritte bei der Analyse epigenetischer Basen helfen unter anderem dabei, Krankheiten früher zu diagnostizieren. In Inneren von Encapsulinen, das sind proteinbasierte Nanocapside, laufen (bio)chemische Reaktionen geschützt ab, sie können daher für die Katalyse genutzt werden. Deuterierung von Fluoreszenzfarbstoffen erhöht deren Extinktion, Fluoreszenzlebensdauer und Helligkeit, sodass sich die deuterierten Farbstoffe besser für hochauflösende Mikroskopiemethoden eignen.<h2 type="main">Sequenzierung epigenetischer DNA-Basen</h2>In jedem lebenden Organismus steckt die Erbinformation in der DNA-Sequenz, zusammengesetzt aus den Bausteinen Adenin (A), Cytosin (C), Guanin (G) und Thymin (T). Diese Bausteine können, je nach Organismus, chemische Veränderungen aufweisen, ohne dass sich dabei die DNA-Sequenz verändert. Bereits charakterisiert sind mehr als 40 DNA-Modifikationen in allen drei Domänen des Lebens. Diese spielen eine entscheidende Rolle bei zentralen zellulären Prozessen wie der Regulation der Genexpression oder der Organisation der Chromatinstruktur. Folglich bilden DNA-Modifikationen neben der genetischen Sequenz eine zweite Informationsebene: den epigenetischen Code.<h2 type="main">Analyse epigenetischer Basen</h2>Fortschritte in der DNA-Sequenzierung machen es möglich, genomische Merkmale in einer noch nie dagewesenen Detailtiefe und Größenordnung zu untersuchen, und haben damit entscheidend dazu beigetragen, die biologische Relevanz der DNA-Modifikationen im menschlichen Genom besser zu verstehen. In der DNA von Säugetieren finden sich vor allem Cytosinmodifikationen (<link href="#nadc20234138098-fig-0001">Abbildung 1a). Die häufigste epigenetische Base ist 5-Methylcytosin (5mC), gefolgt von 5-Hydroxymethylcytosin (5hmC) sowie kleineren Mengen 5-Formylcytosin (5fC) und 5-Carboxycytosin (5caC).<figure xml:id="nadc20234138098-fig-0001"><figure><img alt="image" src="https://media.graphassets.com/3KabN2Z6QRmdy0UbcEr2"><figcaption><label>Abb.1: </label>Epigenetische Cytosinmodifikationen und deren Nachweis im Genom. a) Cytosin (C) wird mit DNA-Methyltransferasen (DNMTs) zu 5-Methylcytosin (5mC) und durch die Ten-Eleven-Translocation-Dioxygenasen (Tet) weiter zu 5-Hydroxymethylcytosin (5hmC), 5-Formylcytosin (5fC) und 5-Carboxycytosine (5caC) oxidiert. In Klammern der Anteil im Säugetiergenom relativ zu Cytosin. b) Bisulfitsequenzierung durch selektive Umwandlung von Cytosin zu Uracil. Durch PCR kommt es zu einer selektiven Mutation (C-zu-T-Transition), die sich durch DNA-Sequenzierung auslesen lässt (Tabelle).</figcaption></figure></figure>Durch das Anreichern von DNA-Fragmenten mit modifikationsspezifischen Antikörpern und anschließender Sequenzierung lassen sich diese epigenetischen Basen mit einer Auflösung von zirka 400 Basenpaaren genomweit kartieren. Hierbei kann es jedoch zu Off-Target-Bindungen durch die Antikörper kommen und damit zu falsch-positiven Ergebnissen.1) Um das zu vermeiden, wurden in den letzten Jahren Verfahren entwickelt, die basengenau Cytosinmodifikationen bestimmen. Sie verändern mit chemischen oder enzymatischen Methoden spezifisch die Basenpaarungseigenschaft von DNA-Bausteinen. Nach Vervielfältigen der DNA mit Polymerasekettenreaktion (PCR) führt dies zu einer selektiven Mutation (C-zu-T-Transition), die über DNA-Sequenzierung ausgelesen wird.Dieses Prinzip kommt bei der weit verbreiteten Bisulfitmethode zum Tragen, die 5mC detektiert (Abbildung 1b).2) Behandelt man DNA mit Bisulfit, wandelt sich unmodifiziertes Cytosin zu Uracil um, das nach PCR-Vervielfältigung als T gelesen wird. Sowohl 5mC als auch 5hmC reagieren nicht mit Bisulfit und werden weiterhin als C gelesen. Durch eine modifizierte Bisulfitmethode lassen sich 5mC und 5hmC voneinander unterscheiden. Mit der oxBS-Methode (oxidative Bisulfite Sequencing) lässt sich 5mC auslesen, während die TAB-Methode (Tet-Assisted Bisulfite Sequencing) 5hmC detektiert.3,4)Bisulfitbasierte Methoden haben den Nachteil, dass sie einen Großteil der DNA zerstören (&gt;95 %), wodurch sich die Sensitivität verringert. Darüber hinaus reduziert die Desaminierung von unmodifizierten Cytosinen die Komplexität der DNA-Sequenz, was die bioinformatische Analyse behindert.Daher wurden eine Reihe bisulfitfreier Ansätze entwickelt, die selektiv die Identität genomischer Bausteine verändern, ohne dabei die DNA zu zerstören. Hierzu eignen sich unter anderem Desaminasen (AID/APOBEC), mit denen sich DNA-Modifikationen (5hmC und 5mC) schon aus Pikogrammengen DNA nachweisen lassen.5,6) Trotz der hohen Sensitivität wandelt sich auch bei dieser Strategie unmodifiziertes Cytosin enzymatisch zu Uracil um. Dies reduziert die Komplexität der DNA-Sequenz und kann zu falsch-positiven Ergebnissen durch nicht umgesetztes Cytosin führen.Die TAPS-Methode (Tet-assisted pyridine borane equencing) umgeht diese Probleme, indem sie die Basenpaarung nur für die DNA-Modifikation selbst verändert und die Komplexität der DNA-Sequenz erhält (<link href="#nadc20234138098-fig-0002">Abbildung 2a). Hierbei werden 5mC und 5hmC zunächst durch Tet-Enzyme zu 5caC oxidiert, dann folgt eine Reduktion zu Dihydrouracil (DHU) mit Pyridinboran.7) Die Reduktion von 5caC zu DHU lässt sich auch photochemisch realisieren.8) Da DHU eine Basenpaarung mit Adenin eingeht, führt eine anschließende PCR-Amplifikation zu einer C-zu-T-Transition. Um 5mC separat zu identifizieren, lässt sich 5hmC mit einer Glycosyltransferase (β-GT) selektiv als Glucose-5-Hydroxymethylcytosin (5ghmC) schützen, was die Oxidation durch die Tet-Enzyme verhindert. Da die Methode sehr sensitiv ist und längere DNA-Fragmente von über 10 kb erhalten bleiben, ist eine umfassende Analyse des Methyloms möglich. In genomischen Regionen mit einer hohen Dichte an DNA-Modifikationen kommt es allerdings zu einem PCR-Bias: Durch Verlust seiner Aromatizität stört das DHU die Basenstapelung der DNA und verringert damit dort die Effizienz der PCR-Amplifikation.<figure xml:id="nadc20234138098-fig-0002"><figure><img alt="image" src="https://media.graphassets.com/KS74T92TUmROX8S2xZny"><figcaption><label>Abb.2: </label>Sequenzierungsmethoden für den Nachweis von 5mC und 5hmC. a) TAPS-Sequenzierung. Tet-Enzyme oxidieren die modifizierten Cytosine zu 5caC, anschließend erfolgt eine Umwandlung mit Pyridinboran in Dihydrouridin (DHU). Für den Nachweis von 5mC lässt sich 5hmC mit Glycosyltransferasen selektiv vor der Tet-Oxidation schützen (TAPS-b). Die Tabelle zeigt die ausgelesene Sequenz. b) DM-Sequenzierung mit einer veränderten Methyltransferase. Aminosäuremutationen in hellblau, der veränderte Cofaktor (Cx-SAM) ist rot markiert. c) Parallele Sequenzierung von 5mC und 5hmC mit Hairpin-Loop und einer DNA-Polymerase. Enzymatische Schritte führen zu spezifischen Mutationsmustern, die für die jeweilige Modifikation kodieren (Tabelle).</figcaption></figure></figure>Die im Juni dieses Jahres vorgestellte Methode DM-Seq (direct methylation sequencing) wandelt unmodifiziertes Cytosin mit einer veränderten Methyltransferase und einem S-Adenosylmethionin-Analogon (SAM-Analogon) zu 5-Carboxymethylcytosin (5cxmC) um, während 5hmC mit β-GT enzymatisch zu 5ghmC umgesetzt wird (Abbildung 2b).9) Beide Bausteine sind somit resistent gegen Desaminasen, während 5mC zu Thymin umgewandelt wird. Durch diese Methode, die ohne DHU-Bildung auskommt, wird 5mC ausschließlich im CpG-Kontext (C gefolgt von einem G) detektiert, da die Methyltransferase für die Bildung von 5cxmC einen Sequenzbias aufweist. Damit kann diese Methode 5mC in einem anderen Sequenzkontext nicht identifizieren.<h2 type="main">Paralleler Nachweis</h2>Neue Strategien, um epigenetische Basen zu identifizieren, gehen einen Schritt weiter: Sie weisen 5mC sowie 5hmC parallel im CpG-Kontext nach. Zusammen mit den vier unmodifizierten Bausteinen lassen sich so insgesamt sechs genetische Buchstaben auslesen (Abbildung 2c, S. 59).10) Mit Hairpin-Loops und einer DNA-Polymerase wird der ursprüngliche DNA-Strang mit den intakten epigenetischen Markierungen kopiert; es entsteht ein DNA-Duplex. Zusätzlich wird 5hmC mit der Glycosyltransferase β-GT glycosyliert, während eine spezielle Methyltransferase (DNMT5) die Methylierungen im CpG-Kontext auf den Gegenstrang kopiert. Nachdem Tet die 5mCs zu 5caC oxidiert, wird unmodifiziertes Cytosin enzymatisch in Uracil umgewandelt und als T gelesen. Aufgrund des Hairpin-Loops lassen sich sowohl der Originalstrang als auch der kopierte Strang auslesen. Damit wird jeder genetische Baustein durch zwei Basen kodiert. Anhand der Kombination lässt sich der Methylierungs- beziehungsweise Hydroxymethylierungsstatus einer Base bestimmen.<h2 type="main">Direkter Nachweis</h2>Die beschriebenen Methoden haben eins gemeinsam: Sie weisen die epigenetischen Basen nur indirekt nach. Durch die chemischen oder enzymatischen Veränderungen und die PCR-Amplifikation geht die ursprüngliche DNA-Modifikation verloren. Ein direkter Nachweis ist durch die Dritte Generation an Sequenzierungstechniken (PacBio oder NanoPore) möglich. Diese sind jedoch noch immer zu fehleranfällig, um epigenetische Veränderungen zuverlässig zu bestimmen. Dennoch werden große Hoffnungen in diese Techniken gesetzt, da sie die Möglichkeit bieten, parallel viele DNA-Modifikationen zu identifizieren.Zusammen haben die Methoden unser Verständnis über die Dynamik der modifizierten Basen im Genom vorangebracht. Die epigenetischen Merkmale weisen zell- und gewebespezifische Muster auf, abhängig von ihren Funktionen und Entwicklungsstadien. Sie können sich jedoch durch externe Faktoren wie Ernährung oder Stress verändern. Veränderte Modifikationsmuster werden mit Krankheiten in Verbindung gebracht, etwa mit embryonalen Entwicklungsstörungen, neurologischen Erkrankungen, zum Beispiel Alzheimer, und Krebs. Über die epigenetischen Signaturen lassen sich so Biomarker identifizieren. Lange bevor sich klinische Symptome manifestieren, sind bereits Veränderungen im Epigenom zu beobachten. Dies macht es möglich, früher als mit etablierten Methoden einen Krankheitsverlauf zu erkennen und einzugreifen, was die Behandlung in Zukunft verbessern könnte.11)<h2 type="main">Hoffnung für die Klinik</h2>Veränderte 5mC- und 5hmC-Profile stehen in Verbindung mit einer Unterdrückung von Tumorsuppressorgenen oder der Aktivierung von Onkogenen und damit dem Fortschreiten von Krebs. Damit bietet das Sequenzieren epigenetischer Basen ein enormes Potenzial für die Krebsfrüherkennung: Es lassen sich darüber viele Krebsarten, darunter Brust-, Lungen- und Darmkrebs, und deren Stadium bestimmen.12) Für Darmkrebs gibt es bereits einen zugelassenen Test, Epi-ProColon.Wenn kranke Zellen absterben, gelangen DNA-Fragmente ins Blut und lassen sich bei einer Blutentnahme gewinnen, anschließend werden die epigenetischen Signaturen über DNA-Sequenzierung ausgelesen. Dieses Verfahren ist weniger invasiv und unangenehm für Patienten als Biopsien und ermöglicht breite Screenings von Bevölkerungsgruppen.13)Weltweit entstehen Infrastrukturen für den Zugang zu genomischen Daten (zum Beispiel die Initiative „1+ Million Genome“ der Europäischen Union), um die wachsenden Datenmengen in der Forschung und im Gesundheitswesen zu nutzen. Hierbei sind jedoch die ethischen und rechtlichen Auswirkungen der Genomik zu berücksichtigen und Patientendaten sind zu schützen.Mit dem Fortschritt in der Künstlichen Intelligenz lassen sich auch vorhandene Datensätze noch detaillierter auf veränderte epigenetische Muster analysieren und somit viele weitere Biomarker entdecken. Das epigenetische Profil einer Person lässt sich neben der Diagnostik auch für personalisierte Behandlungsstrategien nutzen, oder um den Krankheitsverlauf zu verfolgen.Trotz vielversprechender Aussichten braucht es für eine Umsetzung in die klinische Praxis noch Validierungsstudien in unterschiedlichen Bevölkerungsgruppen. Diese werden zeigen, ob die epigenetischen Basen tatsächlich in der Lage sind, die Diagnostik zu revolutionieren.<h2 type="main">Die Autoren</h2>Über Epigenetik haben Sidney Becker (Foto oben) und Eric Ogel geschrieben. Becker ist seit 2022 Nachwuchsgruppenleiter am Max-Planck-Institut für molekulare Physiologie sowie an der TU Dortmund und forscht auf der chemischen Biologie von Nukleinsäuren. Er studierte Wirtschaftschemie in Zürich und promovierte an der LMU München. Seinen Postdoc-Aufenthalt verbrachte er an der Universität Cambridge/UK. Ogel forscht im Rahmen seiner Doktorarbeit am Max-Planck-Institut für molekulare Physiologie an modifizierten Nukleinsäurebausteinen. Sein Studium der biomedizinischen Chemie absolvierte er an der Universität Mainz.<img alt="image" src="https://media.graphassets.com/PPwyvnfRbW96n23lwHU9"><img alt="image" src="https://media.graphassets.com/g39c91ZSXmRhNqE0nIAK"><ul class="references" xml:id="nadc20234138098-bibl-0001" style="numbered" cited="no"><li xml:id="nadc20234138098-bib-0001">1 A. Lentini, C. Lagerwall, S. Vikingsson et al., Nat. Methods 2018, 15, 499 – 504</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0002">2 M. Frommer, L. E. McDonald, D. S. Millar et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1992, 89, 1827 – 1831</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0003">3 M. J. Booth, M. R. Branco, G. Ficz et al., Science 2012, 336, 934 – 937</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0004">4 M. Yu, G. C. Hon, K. E. Szulwach et al., Nat. Protoc. 2012, 7, 2159 – 2170</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0005">5 E. K. Schutsky, J. E. DeNizio, P. Hu et al., Nat. Biotechnol. 2018, 36, 1083 – 1090;</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0006">6 R. Vaisvila, V. K. C. Ponnaluri, Z. Sun et al., Genome Res. 2021, 31, 1280 – 1289</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0007">7 Y. Liu, P. Siejka-Zielinska, G. Velikova et al., Nat. Biotechnol. 2019, 37, 424 – 429</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0008">8 B. J. Mortishire-Smith, S. M. Becker, A. Simeone, L. Melidis, S. Balasubramanian, J. Am. Chem. Soc. 2023, 145, 10505 – 10511</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0009">9 T. Wang, J. M. Fowler, L. Liu et al., Nat. Chem. Biol. 2023</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0010">10 J. Füllgrabe, W. S. Gosal, P. Creed et al., Nat. Biotechnol. 2023, 1 – 8</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0011">11 X. Chen, J. Gole, A. Gore et al., Nat. Commun. 2020, 11, 3475</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0012">12 J. Klughammer, B. Kiesel, T. Roetzer et al., Nat. Med. 2018, 24, 1611 – 1624</li><li xml:id="nadc20234138098-bib-0013">13 M. Ignatiadis, G. W. Sledge, S. S. Jeffrey, Nat. Rev. Clin. Oncol. 2021, 18, 297 – 312</li></ul>

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