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Wie sich Atome und Moleküle auf kristallinen Oberflächen bewegen, bestimmt oft die Kinetik chemischer Reaktionen. Experimentelle Untersuchungen hierzu sind selten, da die verfügbaren Techniken oft auf wenige Systeme beschränkt sind. Eine Ausnahme ist die Helium-Spin-Echo-Spektroskopie.
Bisher war es vor allem mikroskopischen Techniken wie Rastertunnelmikroskopie vorbehalten, die Bewegung von Molekülen auf Oberflächen zu erfassen. Rastertunnelmikroskopie nimmt mikroskopische Bilder während der Bewegung der Moleküle auf. Allerdings sind hierfür üblicherweise besonders tiefe Temperaturen notwendig (um 20 K) – die Bewegung wird sozusagen eingefroren. Sie muss so verlangsamt werden, dass die Moleküle während der Erfassung des Bildes nicht verschwommen erscheinen.1) Zudem beeinflusst der Tunnelstrom fragile Moleküle wie Wasser.2)Um die Bewegung von Molekülen auf einer Oberfläche zu ermitteln, gibt es eine relativ neue Technik: die experimentelle Helium-Spin-Echo(HeSE)-Spektroskopie.3) Sie basiert auf der Streuung von Heliumatomen mit einer Energie von wenigen Millielektronenvolt. Dadurch detektiert sie die Bewegung isolierter Wassermoleküle, ohne diese zu beeinflussen.HeSE-Spektroskopie ist die momentan einzige verfügbare experimentelle Methode, die Molekülbewegungen auf Oberflächen innerhalb von Piko- bis Nanosekunden messen kann.4,5)<h2>Geschwindigkeit messen</h2>Beispiel für die Oberflächendiffusion von Molekülen ist die Bewegung von Wasser auf einer Oberfläche aus Graphen (Abbildung 1). Hier verbringt das Wassermolekül zirka 60 Pikosekunden im Zentrum eines Graphensechsecks, bevor es in das nächste Sechseck springt. Viel Zeit bleibt also nicht, um das Molekül abzubilden, und dies bei einer Temperatur von 125 K (etwa –150 °C).6)<figure><img src="https://media.graphcms.com/qWJSriQgTqilMkBZAYWg"><figcaption><label>Abb. 1: </label>Die Diffusion von Wassermolekülen auf einer Graphenoberfläche: Die Moleküle springen zwischen den Zentren der Sechserringe und verweilen zwischen den Sprüngen für rund 60 Pikosekunden.</figcaption></figure>
Bei Zimmertemperatur würden sich diese Moleküle mit einer Geschwindigkeit von 130 m · s–1 fortbewegen, also etwa 500 km · h–1. Während sich makroskopische Objekte mit solchen Geschwindigkeiten einfach messen lassen, bedeutet dies für unser Experiment: Bei einer Probenoberfläche mit 1 cm Durchmesser bleiben zirka 10–4 Sekunden, bis das Molekül diese Strecke zurückgelegt hat.Die Geschwindigkeit makroskopischer Objekte wird zum Beispiel mit Radartechnik bestimmt. Die HeSE-Spektroskopie nutzt einen ähnlichen Effekt, um Bewegungen auf atomarer Ebene mit Pikosekundenauflösung zu messen. Die Grundlage dafür liefert der Doppler-Effekt: Die Frequenz und damit Tonhöhe einer Schallquelle etwa eines Krankenwagens ändert sich, wenn sich dieser auf den Hörenden zubewegt.<h2>Ein Radar für Moleküle</h2>Die HeSE-Methode ähnelt der Spektroskopie von Molekülen in der Gasphase: Aufgrund der thermischen Bewegung entsteht hier ein Doppler-Effekt, der das Licht eines einzelnen Atoms oder Moleküls je nach Bewegungsrichtung rot- oder blau-verschiebt. Dieser Effekt, bekannt als Doppler-Verbreiterung und abhängig von der Temperatur, kommt auch bei der HeSE-Spektroskopie zum Tragen. Um die Bewegung von Teilchen auf einer Oberfläche zu messen, wird allerdings nicht Licht verwendet, sondern eine monochromatische Welle aus einem Helium-Atomstrahl.4,5) Dieser lässt sich vereinfacht als ebene Welle beschreiben, die von der Oberfläche gestreut wird.Abbildung 1a skizziert, wie ein sich bewegendes Wassermolekül eine ebene Welle streut. Da sich das Molekül im Beispiel von der einfallenden Welle wegbewegt, sind die Abstände zwischen den Wellenfronten nach der Streuung größer als zuvor. Aufgrund des Dopplereffekts ändert sich die Frequenz ω (Abstand zwischen den Wellenfronten). Weil sich Moleküle nach links und rechts bewegen, geschieht dies in beide Richtungen. Die Frequenz des einfallenden Strahls ω0 wird verbreitert, wenn diese im Vergleich zur einfallenden Welle aufgetragen wird (Abbildung 2b). Die Größe der Verbreiterung (Halbwertsbreite Δω) um die mittlere Frequenz ω0 ergibt sich aus der Geschwindigkeit, mit der sich die Moleküle bewegen: Je größer die Verbreiterung, desto schneller die Bewegung der Moleküle.<figure><img src="https://media.graphcms.com/SVk91R9UT6aRk6Eug4Vg"><figcaption><label>Abb. 2: </label>Dopplerverbreiterung bei Streuung einer ebenen Welle an einem Molekül: a) In Analogie zum Dopplereffekt ändert sich die Frequenz der einfallenden Welle durch Streuung an dem sich bewegenden Molekül (Wasser) – hier etwas übertrieben durch den Abstand zwischen den Wellenfronten gezeigt. b) Die gestreute Welle wird im Vergleich zur einfallenden Welle um Δω (Halbwertsbreite) verbreitert.</figcaption></figure>
<h2>Frequenzänderung der gestreuten Welle</h2>Für das Messprinzip ist die Frequenz oder sind die Änderungen der Frequenz möglichst genau zu bestimmen. Aspekte dieser Technik hängen eng mit dem für Neutronenstreuung entwickelten Spin-Echo-Prinzip4,7) oder auch der Kernspinresonanz zusammen; man spricht deshalb von Helium-Spin-Echo(HeSE)-Spektroskopie.Verwendet wird das Heliumisotop 3He. Der ungepaarte Kernspin dient als Hilfsmittel, um winzige Frequenzänderungen zu messen, welche die Streuung an den sich bewegenden Molekülen kennzeichnen. Der Kernspin von 3He ist sozusagen eine Stoppuhr, die zeitliche Veränderungen im Piko- und Nanosekundenbereich erfasst.Das Prinzip ist in Abbildung 3 illustriert: Anstatt der Streuung einer einzelnen Welle, deren Frequenz schwierig zu bestimmen ist, wird der Verlust an Korrelation zwischen zwei gestreuten Wellenpaketen gemessen. Mit dem 3He-Strahl erzeugt man ein Wellenpaket. Dessen zwei Komponenten werden so getrennt, dass sie mit einem Zeitunterschied tSE auf der Oberfläche auftreffen (tSE ist die Spin-Echo Zeit).<figure><img src="https://media.graphcms.com/3qm6Yf0Qs2GZlUWevNtX"><figcaption><label>Abb. 3: </label>Bewegung auf einer Probenoberfläche lässt sich mit der Streuung zweier Wellenpakete bestimmen, die mit einer zeitlichen Verzögerung tSE auf die Probe treffen. Rekombination der beiden gestreuten Wellenpakete führt zu einem Verlust an gemessener Korrelation – aufgrund einer Dopplerverbreiterung, da die Streuung an sich bewegenden Molekülen erfolgt. Obere Tafel: Die Linienbreite τ, die aus den gemessenen Daten (blaue Punkte) bestimmt wird, entspricht der Zeitskala der Molekülbewegung.</figcaption></figure>
Bleibt die Oberfläche unverändert, dann streuen beide Wellenpakete genau gleich. Werden die Wellenpakete nach der Streuung also wieder zusammengeführt, ergibt sich nach der Streuung derselbe Zustand wie davor. Bei Veränderung an der Oberfläche, also wenn sich Moleküle über die Oberfläche bewegen, streuen die beiden zu unterschiedlichen Zeiten auftreffenden Wellenpakete ebenfalls unterschiedlich. Werden diese danach wieder kombiniert, hat die Korrelation verglichen mit dem Ausgangszustand des einfallenden Wellenpakets abgenommen.Der zeitliche Abstand zwischen den Wellenpaketen (tSE) lässt sich nun durchstimmen; die nach der Streuung gemessenen Datenpunkte (blaue Punkte) zeigt die obere Tafel in Abbildung 3. Mit zunehmendem tSE nimmt die gemessene Korrelation stetig ab: Die Moleküle an der Oberfläche bewegen sich mit zunehmender Zeit immer weiter von ihrem Ausgangsort weg. Die Linienbreite (roter Doppelpfeil in der oberen Tafel in Abbildung 3) gibt an, nach welcher Zeit die Korrelation auf einen Bruchteil gesunken ist. Wie die Halbwertsbreite der gestreuten Welle Δω wird die Linienbreite τ durch die charakteristische Zeitskala bestimmt, mit der sich die Moleküle auf der Oberfläche bewegen. Das Messprinzip erfasst so Änderungen im Piko- bis Nanosekundenbereich.<h2>Wasser auf Oberflächen</h2>Vom Messprinzip zurück zur Bewegung von Wasser: Bei der Wechselwirkung von Wasser mit Oberflächen ist nach wie vor vieles unklar. Das Verhalten von Wasser auf atomarer Ebene zu verstehen, bleibt eine Herausforderung auch wenn man die Bewegung einzelner Wassermoleküle beobachten möchte. Denn die mikroskopische Bewegung von Molekülen auf Oberflächen dauert eben nur Pikosekunden.Diese Prozesse mit einem Heliumstrahl zu untersuchen, bietet mehrere Vorteile. Zum einen ist der chemisch, elektrisch und magnetisch inerte Heliumstrahl oberflächensensitiv, er dringt also nicht in das Material ein und wird direkt an der Oberfläche gestreut.8) Verglichen mit Wasser hat Helium einen großen Streuquerschnitt sowohl für Wasser- als auch für Sauerstoff,3,9) sodass sich auch Systeme mit wenigen Wassermolekülen studieren lassen (bis zu einer relativen Bedeckung von etwa 1 Prozent der Oberfläche mit Molekülen) und sich dennoch zeigt, was intermolekulare Wechselwirkungen auslösen. Zudem beeinflusst der Heliumstrahl das System nicht, da seine Energie weniger als 10 meV beträgt.<h2>Diffusion von Wasser auf einem topologischen Isolator</h2>Mi HeSE-Spektroskopie lassen sich die Mechanismen, die der Bewegung des Wassers zugrunde liegen, identifizieren und mit Vorhersagen über die Adsorptionsgeometrie und Energielandschaft für die Bewegung vergleichen. Die Bewegung von Wasser auf einem topologischen Isolator3) – also einem Kristall, der an der Oberfläche leitend und im Inneren nichtleitend ist, etwa Bi2Te3 – weist auf abstoßende Wechselwirkung zwischen den Wassermolekülen hin. Dies widerspricht der Erwartung, dass anziehende Kräfte das Verhalten und die Aggregation von Wasser dominieren.10)Der Energietransfer zwischen den Wassermolekülen und der Oberfläche, auf der sich diese bewegen, lässt sich qualitativ bewerten. Die Energietransferrate wird üblicherweise als Reibung auf atomarer Ebene behandelt, und zwar in Analogie zur Reibung im makroskopischen Maßstab, welche Bewegung behindert oder etwa im Winter bei Glatteis durchaus erwünscht ist. Die Oberfläche eines topologischen Isolators ist hier besonders interessant, da Reibungsmechanismen durch den elektronischen Charakter des Substrats unzulässig sind.Auf dem topologischen Isolator Be2Te3 bewegen sich die Wassermoleküle relativ wenig zwischen den einzelnen Oberflächenplätzen, dennoch treten immer wieder weite Sprünge auf.3)Dieses Phänomen ist im Sinne von Kramers Theorie gut verstanden. Diese Theorie trifft Aussagen darüber, wie schnelle eine Reaktion abläuft, also in diesem Fall wie schnell oder wie oft ein Molekül unter Überwindung der Diffusionsbarriere von Oberflächenplatz A nach Oberflächenplatz B springt. Aufgrund der geringen Energietransferrate vom Substrat zum Wassermolekül erhält das Molekül nur selten genügend Energie, um von einer Position zum Nachbarplatz zu springen: Das Molekül muss zunächst die Diffusionsbarriere überwinden (Abbildung 4). Gleichzeitig ist der Energietransfer vom Molekül zurück zum Substrat ebenfalls gering, sobald dieses genügend Energie aufgenommen hat, um die Barriere zu überqueren. Das Molekül bleibt also vergleichsweise lange im angeregten Zustand, und es besteht eine Wahrscheinlichkeit, dass es weiter wandert und einen weiteren Sprung macht als bis zum Nachbarplatz (Abbildung 4).<figure><img src="https://media.graphcms.com/mSVfThDFRdav2wctVKUo"><figcaption><label>Abb. 4: </label>Das Wassermolekül muss eine Diffusionsbarriere überwinden, um von einer Position an der Oberfläche zum Nachbarplatz zu springen. Die Energietransferrate erlaubt in dem Beispiel auch Sprünge, die weiter als bis zum nächsten Nachbarplatz gehen.</figcaption></figure>
<h2>Der Autor</h2>Anton Tamtögl, Jahrgang 1982, ist Gruppenleiter an der TU Graz, wo er sich vor allem mit der Oberflächendynamik- und chemie neuartiger Materialien beschäftigt. Er promovierte an der TU Graz und kehrte nach einem Postdoktorat an der University of Cambridge dorthin zurück. <a href="mailto:tamtoegl@tugraz.at">tamtoegl@tugraz.at</a><div><img src="https://media.graphcms.com/zaioRD7aSeGnmCjLgUuC">

</div><h2>AUF EINEN BLICK</h2>Moleküle bewegen sich auf Oberflächen bei Raumtemperatur auf einer Zeitskala von Piko- bis Nanosekunden.Um diese schnelle Bewegung messen zu können, nutzt die Helium-Spin-Echo-Spektroskopie die Streuung eines Atomstrahls von der Probenoberfläche, zum Beispiel bei Wasser auf Graphen.Die Methode ist wie ein Radar für Moleküle: Sie erlaubt, die Bewegung der Moleküle im Bereich von Pikosekunden zu messen.
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1 C. Bertram, W. Fang, P. Pedevilla, A. Michaelides, K. Morgenstern, Nano Lett. 2019, 19, 3049.</li><li>
2 J. Guo, X.-Z. Li, J. Peng, E.-G. Wang, Y. Jiang, Prog. Surf. Sci. 2017, 92, 203</li><li>
3 A. Tamtögl, M. Sacchi, N. Avidor et al., Nat. Commun. 2020, 11, 278</li><li>
4 A. P. Jardine, H. Hedgeland, G. Alexandrowicz, W. Allison, J. Ellis, Prog. Surf. Sci. 2009, 84, 323</li><li>
5 A. P. Jardine, S. Dworski, P. Fouquet et al., Science 2004, 304, 1790</li><li>
6 A. Tamtögl, E. Bahn, M. Sacchi et al., arXiv:1810.00650 2019</li><li>
7 H. Hedgeland, P. Fouquet, A. P. Jardine et al., Nat. Phys. 2009, 5, 561</li><li>
8 A. Tamtögl, D. Campi, M. Bremholm et al., Nanoscale 2018, 10, 14627</li><li>
9 E. Bahn, A. Tamtögl, J. Ellis, W. Allison, P. Fouquet, Carbon 2017, 114, 504</li><li>
10 J. Carrasco, A. Hodgson, A. Michaelides, Nat. Mater. 2012, 11, 667</li></ul>

Artikel

Schnelle Bewegungen auf Oberflächen messen

Wie sich Atome und Moleküle auf kristallinen Oberflächen bewegen, bestimmt oft die Kinetik chemischer Reaktionen. Experimentelle Untersuchungen hierzu sind selten, da die verfügbaren Techniken oft auf wenige Systeme beschränkt sind. Eine Ausnahme ist die Helium-Spin-Echo-Spektroskopie. Bisher war...

Prof.Dr.

Bildgebende Massenspektrometrie ergänzt die Techniken aus Immunologie, Parasitologie und Molekularbiologie. So trägt analytische Chemie dazu bei, Tropenkrankheiten zu erforschen und zu bekämpfen, die seit langem vernachlässigt sind. Ein Beispiel ist die Bilharziose, die von Würmern verursacht wird und Menschen bedroht, die keinen Zugang zu sanitären Anlagen und sauberem Wasser haben.
Mit molekularer Bildgebung klären Wissenschaftler physiologische Prozesse auf. In den vergangenen Jahrzehnten haben sie dabei vorwiegend Proteine und Polynukleotide radioaktiv oder fluoreszierend markiert und untersucht wie sie sich in biologischem Material verteilen. Diese Techniken sind neben weiteren Methoden, die Proteine, Metabolite oder Nukleinsäuren charakterisieren, etabliert und werden teils standardisiert eingesetzt, um Krankheiten und Erreger zu identifizieren.1)Eine der wichtigsten neuartigen Techniken der instrumentellen Bioanalytik ist die bildgebende Massenspektrometrie (MS), da sie bisher schwer zugängliche Molekülklassen ortsaufgelöst detektiert. Voraussetzung für die Analyse mit bildgebender Massenspektrometrie ist die gute Ionisierbarkeit der Zielsubstanzen. Eine Besonderheit und in vielen Fällen ein Vorteil dieser Methode im Vergleich zu anderen bildgebenden Verfahren ist, dass sie tausende von Biomolekülen parallel erfasst und vor der Messung keine Auswahl und chemische Markierung erfordert.2)<h2>Chemische Bilder</h2>Der Arbeitsablauf bei bildgebender MS besteht aus vier wesentlichen Schritten (Abbildung 1): Um Gewebeproben zu untersuchen, werden zunächst zirka 10 bis 20 µm dicke Gefrierschnitte angefertigt. Auf diese wird für die Matrix-unterstützte Laser-Desorption und Ionisation (Maldi) eine organische Matrix aufgesprüht. Dann wird die Probe gemessen, und die Daten müssen schließlich interpretiert werden.<figure><img src="https://media.graphcms.com/uVqsW85Rla4IZHqZnRDN"><figcaption><label>Abb. 1: </label>Messablauf von bildgebender Maldi-MS: Die Probe wird in ein virtuelles Raster unterteilt, ein fokussierter Laserstrahl desorbiert Probenmaterial, und das Massenspektrometer detektiert die dabei entstehenden Ionen. Für jedes Pixel gibt es somit ein Massenspektrum, das Gesamtbild gibt dann die Verteilung zum Beispiel von Biomolekülen wieder.</figcaption></figure>
Bei der Messung wird der Laserstrahl der Ionenquelle senkrecht auf die Probenoberfläche fokussiert. Zentral durchbohrte Linsen, welche die Einlasskapillare des Massenspektrometers umschließen, fokussieren den Strahl auf einen Durchmesser von bis zu 2 μm; dies ist maßgeblich für die räumliche Auflösung der Messung. Die Probenoberfläche wird in ein Raster unterteilt, das der späteren Pixelgröße entspricht. Durch Bewegung des Probentischs in X- und Y-Richtung wird nun die Oberfläche gescannt und pro Pixel ein Massenspektrum aufgezeichnet. Aus den Daten lassen sich Ionenbilder erstellen, die die räumliche Verteilung biomolekularer Ionen zeigen.3)<h2>Forschungsschwerpunkt Tropenkrankheiten</h2>Am Institut für Anorganische und Analytische Chemie der Universität Gießen entwickeln wir das Ionisierungsverfahren Maldi weiter. Zusätzlich sind wir in anwendungsbezogene Projekte eingebunden, darunter in solche des Druid-Zentrums des Landes Hessen. Dieses Zentrum bündelt die Erforschung vernachlässigter und armutsbedingter Tropenkrankheiten. Zusammen mit Molekularbiologen, Virologen, Immunologen und Parasitologen betreiben die beteiligten Wissenschaftler Grundlagenforschungen, arbeiten Zielmoleküle für neue Therapeutika und Impfstoffe heraus und charakterisieren sie.Wir untersuchen mehrere Krankheitserreger bioanalytisch. Die untersuchten Spezies reichen von den Pärchenegeln Schistosoma mansoni, die Bilharziose hervorrufen, bis zu einzelligen, Durchfall verursachenden Parasiten aus dem Stamm der Apikomplexa (zum Beispiel Cryptosporidium parvum).4)Bilharziose ist vor allem in tropischen und subtropischen Gebieten verbreitet, am häufigsten ist sie in Afrika. Weltweit sind nach Schätzungen der Weltgesundheitsorganisation WHO etwa 250 bis 300 Millionen Menschen betroffen.Damit eine medikamentöse Therapie der Bilharziose Erfolg hat, kommt es darauf an, die in den menschlichen Blutgefäßen lebenden Würmer abzutöten.5) Der weibliche Wurm lebt hierbei umschlossen vom Körper des Männchens, und legt täglich 300 bis 3000 Eier, die Entzündungsprozesse und Gewebeschäden induzieren. Grundlagenforschung am Pärchenegel soll dazu beitragen, neue Therapieansätze zu finden. Die Parasiten sollen sowohl durch Medikamente als auch vorbeugend durch Hygienemaßnahmen wie das Bereitstellen von sanitären Anlagen und sauberem Trinkwasser eingedämmt werden.6)<h2>Pärchenegel in Scheiben</h2>Um die wenige Millimeter gr0ßen Pärchenegel zu untersuchen, musste zunächst ein Protokoll zur Probenvorbereitung entwickelt werden; das Ziel waren Gefrierschnitte der Wurmpaare. Entscheidend waren das Einbettungsmedium und Parameter wie die Temperatur während des Schneidevorgangs. Erreicht wurden zwischen 20 und 40 μm dicke Schnitte, in denen die gepaarten Würmer zu erkennen sind (Abbildung 2 E).Die massenspektrometrischen Bilder verschiedener Ionen (Abbildung 2 A – C) aus einem dieser Schnitte zeigen, wo Lipide und Oligosaccharide im Wurmpaar vorliegen.7)<figure><img src="https://media.graphcms.com/eyCBFUdSaCt6jMSeXpcm"><figcaption><label>Abb. 2: </label>Ionenbilder und digital-lichtmikroskopische Abbildung eines intakten S.-mansoni-Längsschnitts. A: m/z 782,5670 zugewiesen zu Phosphatidylcholin (34:1) [M+Na]+. B: m/z 1317,4112 zugewiesen zu einem Oktasaccharid als [M-H2O+Na]+. C: m/z 802,6321 zugewiesen zu Phosphatidylcholin PC(37:1) [M+H]+. D: Überlagerung der Ionenbilder aus A, B und C. E: digitalmikroskopische Aufnahme des entsprechenden Längsschnitts. Das Weibchen befindet sich in der Bauchfalte des Männchens.</figcaption></figure>
Der physiologische Aufbau von männlichem und weiblichem Wurm unterscheidet sich deutlich. So findet sich das Oktasaccharid aus Abbildung 2B nur im Gewebe des männlichen Wurms, während das Lipid aus Abbildung 2A viel höhere Signalintensität im weiblichen Wurm aufweist. Solche Daten waren bisher nicht zugänglich, da der Metabolismus solcher Lebewesen bisher vor allem chromatographisch untersucht wurde. Dafür werden die Proben in der Regel homogenisiert, wobei Informationen zur räumlichen Verteilung der Metabolite verloren gehen.8)Interessant ist zudem die Untersuchung der Oberflächenschicht der Würmer, des Teguments. Diese Schicht ist die Kontaktfläche zum Wirt, dem Menschen, in dessen Mesenterialvenen die ausgewachsenen Würmer in permanentem Paarungskontakt leben. Mesenterialvenen transportieren sauerstoffarmes Blut vom Darm zur Leber. Zudem ist das Tegument die Kontaktfläche zwischen den beiden gepaarten Würmern.Bisher gab es ein aufwendiges Protokoll zum Abstreifen des Teguments, um Unterschiede zwischen der Oberflächenschicht und dem restlichen Gewebe der Tiere festzustellen.9) Maldi-MS-Imaging kann die endogenen Metabolite im äußeren Tegument und im innen liegenden Gewebe der Würmer darstellen. Das Tegument enthält, wie aus früheren Studien bekannt, hohe Konzentrationen an Sphingomyelin-Lipiden (Kasten) auf. Im Inneren der Würmer sind diese Lipide nicht zu finden. Die massenspektrometrische Analyse lieferte die genaue Zusammensetzung der Sphingomyeline und bestätigte die Konzentration im Tegument (Abbildung 3).<figure><img src="https://media.graphcms.com/2RJjJG1tRZiMip54wqKD"><figcaption><label>Abb. 3: </label>Vergleich von wurmkörperspezifischen und oberflächenspezifischen Signalen beim Pärchenegel Schistosoma mansoni; A: Überlagerung, grün: ein Sphingomyelin, das nur an der Oberfläche der intakten Würmer und als Umrandung des geschnittenen Pärchens gefunden wurde (m/z 835,6663 zugewiesen zu Sphingomyelin (42:2) als [M+Na]+); rot: ein Phospholipid, das typischerweise im Innern der Würmer detektiert wird (m/z 860,6140 zugewiesen zu Phosphatidlethanolamin (43:4) als [M+Na]+). B: Digitalmikroskopische Abbildung eines Längsschnittes sowie die Oberflächen von Weibchen und Männchen.</figcaption></figure>
Sphingomyeline fungieren im Metabolismus der Zelle als Signalüberträger.10) Daher könnte die Hemmung der Sphingomyelinsynthese der Würmer durch einen Wirkstoff den Verlust des Paarungskontakts verursachen oder die chemische Kommunikation zwischen den Würmern stören. Dies könnte ein Ansatz für eine neuartige Therapie der Infektionskrankheit sein.<h2>INFO: Lipidklassen</h2>Lipide lassen sich in verschiedene Kategorien unterteilen. Die Abbildung zeigt Vertreter der Glycerolipide und Sphingolipide (hier Sphingomyelin, SM). Glycerolipide (hier Diglycerid, DG) können weiter unterteilt werden in zum Beispiel Glycerophospholipide, wie Phosphatidylethanolamin (PE) und Phosphatidylcholin (PC). Bei den Fettsäureresten des Lipids werden die Zahl der Kohlenstoffatome und als zweite Zahl die vorhandenen Doppelbindungen angegeben, zum Beispiel Phosphatidylcholin (34:1).<div>Lipidkopfgruppen. Die Substituenten (R1/2) sind Kohlenwasserstoffketten, wobei viele Kombinationen aus Kettenlänge und Sättigungsgrad möglich sind.<img src="https://media.graphcms.com/61q6U0WQFKqhoD8HQ0gA">

</div>Lipidkopfgruppen sind meist charakteristisch für den Bereich einer Zelle, in dem sie bestimmte Funktionen erfüllen. So sind PC und PE strukturgebend und Hauptbestandteil von Lipiddoppelmembranen. Allerdings spielen Lipide auch in zellulären Prozessen eine Rolle, wo sie beispielsweise an der kaskadenartigen Signalweiterleitung beteiligt sind.<h2>Wirkstoffe im Organismus des Wurms</h2>Bildgebende Massenspektrometrie ist noch eine noch recht junge Technik, die Maldi-MSI wurde im Jahr 1994 erstmals vorgestellt. Ihr Anwendungspotenzial in molekularbiologischen und pharmakologischen Gebieten zeigt sich daher erst jetzt. Um belastbare Aussagen zu erhalten, kann die Auswertung der Messdaten Wochen dauern. Gerade bei ungezielten Analysen sind Hunderte von massenspektrometrischen Signalen auszuwerten, und es gilt Tendenzen im Datensatz zu erkennen. Dabei helfen Programme zur statistischen Datenauswertung. Mit ihnen lässt sich herausarbeiten, ob beispielsweise alle Lipide einer bestimmten Klasse ähnliche Verteilungen im Gewebe zeigen. Außerdem begrenzen solche Programme die Subjektivität des Wissenschaftlers, der die MS-Bilder für die Auswertung anschaut.11)Gezielte Analysen, bei denen die Masse und Identität der Metabolite bekannt sind, sind meistens einfacher auszuwerten. Ein Beispiel dafür ist die Untersuchung eines Wirkstoffs gegen Würmer in den Pärchenegeln. Bilharziose wird momentan mit einem einzigen Wirkstoff behandelt, mit Praziquantel. Es mehren sich Hinweise auf reduzierte Wirksamkeit und damit auf Resistenzbildung. Dies macht es erforderlich, Alternativen zu finden.12)<h2>Untersuchungen mit einem Kinase-Inhibitor</h2>Tests mit dem Kinase-Inhibitor Imatinib aus der Krebstherapie als Wirkstoff gegen Schistosoma mansoni waren erfolgreich: Die Vitalität der Würmer sank, nachdem sie einem Medium mit einem Imatinibgehalt von 10 μmol·L–1 ausgesetzt waren. Außerdem zeigten sich Veränderungen des Phänotyps, so zersetzten sich Darm und Gewebe im Bereich der Reproduktionsorgane.13)Diese Analysen zeigen zwar die Auswirkungen von Imatinib. Allerdings wurde bisher nicht untersucht, über welchen Mechanismus die Würmer den Wirkstoff aufnehmen und wie er oder mögliche Metabolite sich im Organismus verteilen. Um diese Lücke zu schließen wurde das Protokoll zur Probenvorbereitung auf Würmer angewandt, die lebend für eine bestimmte Zeitspanne in Medium mit 100 μmol·L–1 Imatinib gehalten wurden. Die Schnitte wurden von den gründlich gewaschenen Würmern angefertigt.Wie die Bilder aus dem Massenspektrometer (Abbildung 4) zeigen, ist Imatinib (grüner Farbkanal) nach 20 Minuten Aufenthalt im Medium nur im Männchen (äußeres Tier, blaue Farbe) zu finden.<figure><img src="https://media.graphcms.com/bcds0fnRSCuOXgiowQ7A"><figcaption><label>Abb. 4: </label>Detektion von Imatinib (grün) in einem behandelten Schistosoma-mansoni-Pärchen. Rot: weiblicher Egel. A/C: Digitalmikroskopische Aufnahme, B/D: Rot – m/z 579,5347 = DG(34:0) –H2O+H+ Δm = 1 ppm, Grün – m/z 494,2663 = Imatinib + H+ Δm = 1 ppm, Blau – m/z 838,6311 = PC(38:1)+Na+ Δm= 2 ppm.</figcaption></figure>
Anhand eines endogenen Lipids (roter Farbkanal), das für das Weibchen charakteristisch ist und nicht im Männchen vorkommt, lassen sich die beiden Tiere auch ohne genaue Betrachtung des Mikroskopbildes unterscheiden. Nach 60 Minuten Einwirkzeit ist Imatinib nicht nur im außen liegenden Männchen zu sehen, sondern tritt jetzt auch zusammen mit den roten Pixeln auf, die das Weibchen zeigen.Anhand dieser Messungen lässt sich abschätzen, wie lange Imatinib benötigt, um oral oder durch Diffusion in den weiblichen Wurm zu gelangen. Zusätzlich lässt sich bei ausreichender Konzentration des Wirkstoffs (das Detektionslimit für Imatinib liegt vermutlich bei 10 bis 100 ng pro Gramm) die Verteilung möglicher Metabolite parallel analysieren. Hier würde man zunächst bekannte Metabolite aus dem Stoffwechsel des Menschen suchen und dann bisher unbekannte, die sich in S. mansoni bilden.Die Autoren danken dem Land Hessen für die finanzielle Unterstützung im Loewe-Zentrum Druid, sowie der Deutschen Forschungsgemeinschaft (Förderkennzeichen INST 162/500–1 FUGG).<h2>Die Autoren</h2>Patrik Kadesch (Foto oben), Stefanie Gerbig (Foto unten), Annika Mokosch, Simone Häberlein und Bernhard Spengler haben zu diesem Artikel beigetragen. Kadesch charakterisiert in seiner Doktorarbeit am Institut für Anorganische und Analytische Chemie der Universität Gießen Schistosomen mit bildgebender MS. Gerbig betreut und koordiniert als Postdoc am Institut alle Doktorarbeiten von Druid-Projekten. Mokosch hat die mit Imatinib behandelten Würmer gemessen und die Daten ausgewertet. Häberlein erforscht am Institut für Parasitologie, wie Wirkstoffe Schistosomen beeinflussen. Spengler ist Professor für analytische Chemie an der Universität Gießen und befasst sich mit bildgebender Massenspektrometrie.<div><img src="https://media.graphcms.com/etukbMS6TpCocbtpU9GP">

</div><div><img src="https://media.graphcms.com/w1d5l30rQ0KdbAv3x3gw">

</div><h2>AUF EINEN BLICK</h2>Bildgebende Massenspektrometrie eignet sich dazu, Lipide und Metabolite parallel zu bestimmen sowie ihre Verteilung zu zeigen.Viele armutsassoziierte Erkrankungen sind biochemisch kaum beschrieben. Ein Beispiel ist Bilharziose, die vom Pärchenegel Schistosoma mansoni ausgelöst wird.Wie sich ein möglicher Wirkstoff gegen den Parasiten in dessen Körper verteilt, zeigen die Bilder aus dem Massenspektrometer: So nimmt zuerst der männliche Wurm das Krebsmedikament Imatinib auf.
<ul><li>
1 I. Kaya, W. Michno, D. Brinet et al. J. Analytical Chemistry 2017, 89, 4685</li><li>
2 B. Spengler, Anal. Chem. 2015, 87, 64</li><li>
3 J. Thunig, S. H. Hansen, C. Janfelt, Anal. Chem. 2011, 83, 3256</li><li>
4 B. Gryseels, K. Polman, J. Clerinx, L. Kestens, Lancet 2006, 368, 1106</li><li>
5 D. V: Moore, J. H. Sandground, Am. J. Trop. Med. Hyg. 1956, 5, 831</li><li>
6 J. E. T. Grimes, D. Croll, W. E. Harrison, J. Utzinger, M. C. Freeman, M. R. Templeton, Parasites Vectors 2015, 8</li><li>
7 P. Kadesch, T. Quack, S. Gerbig, C. G. Grevelding, B. Spengler, Anal. Chem. 2019, 91, 4520</li><li>
8 C. X. Hu, R. van der Heijden, M. Wang, J. van der Greef, T. Hankemeier, G. W. Xua, J. Chromatogr. B: Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2009, 877, 2836</li><li>
9 S. Hahnel, Z. G: Lu, R. A. Wilson, C. G. Grevelding, T. Quack, PLoS Neglected Trop. Dis. 2013, 7.</li><li>
10 J. Ohanian, V. Ohanian, Cell. Mol. Life Sci. 2001, 58, 2053</li><li>
11 S.-O. Deininger, M. Becker, D. Suckau, Methods Mol. Biol. (Clifton, N.J.) 2010, 656, 385</li><li>
12 N. Vale, M. J. Gouveia, G. Rinaldi, P. J. Brindley, F. Gartner, J. M.C. da Costa, Antimicrob. Agents Chemother. 2017, 61</li><li>
13 S. Beckmann, C. G. Grevelding, C. G. Int. J. Parasitol. 2010, 40, 521</li></ul>

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